新型基因编辑技术CRISPR/Cas9系统研究现状

规律成簇间隔短回文重复序列及其相关系统(clustered regularly interspaced short palindromic repeats/CRISPR associated,CRISPR/Cas system)是细菌和古细菌防御外来噬菌体、质粒或其他外源DNA侵染的获得性免疫系统.依据Cas蛋白种类和同源性,CRISPR/Cas系统被分为3类,其中,Ⅰ类和Ⅲ类需要多种Cas蛋白参与,而Ⅱ类系统,即CRISPR/Cas9组成简单,仅需Cas9蛋白参与即可.经过遗传工程改造后的CRISPR/Cas9已经作为一种新型的基因编辑工具被用于多种生物的基因组编辑.本文就CRISPR/Cas9系统的发现、结构组成、作用机制、研究现状、面临的困境及应用前景等几方面进行了总结.     

基因组编辑技术——CRISPR/Cas系统

基因定点编辑技术包括基于胚胎干细胞及同源基因片段重组的基因打靶技术、锌指结构(ZFN)、类转录激活因子效应物(TALEN)以及CRISPR/Cas系统,CRISPR/Cas系统具有操作简单、突变率高、成本低,同时可针对多个基因等优点;该技术可进行定点修饰,如敲除、插入、替换等.目前CRISPR/Cas系统已成功应用到小鼠、人类细胞、线虫、果蝇、斑马鱼、拟南芥、水稻和猴等.文章将对基因修饰技术发展脉络做统一梳理,并将系统阐述CRISPR/Cas系统的原理、应用以及该技术的优缺点.     

CRISPR/Cas基因编辑系统的研究进展及应用

规律成簇间隔短回文重复序列(Clustered regularly interspaced short palindromic repeats,CRISPR)和CRISPR相关蛋白(CRISPR-associated proteins,Cas)组成的CRISPR/Cas系统是古细菌和细菌特有的抵御外源核酸入侵的适应性免疫机制.其中CRISPR/Cas9系统已经在动植物基因功能研究和模型构建等方面得到广泛的应用.另外,CRISPR/Cas系统在基因治疗和核酸分子检测领域的应用也是近年来研究的热点.本文主要对CRISPR/Cas系统的发现、组成和作用机制以及该系统的应用进行综述.     

基因编辑技术原理及其在动植物研究中的应用

自人类基因组计划开展以来,越来越多生物的基因组序列得到了测定,基因的功能逐步得到鉴定.人们期望通过对基因表达的改变,来治疗人类疾病或提高生物的产量和品质.早期突变技术对基因的改变是不定向的,近年来,锌指核酸酶(ZFN)、转录激活子样效应因子核酸酶(TALEN)和CRISPR/Cas9等技术可对某个已知基因进行编辑.特别是CRISPR/Cas9技术,由于具有操作方便、效率高等优点,因此成为对基因进行定向操作的强有力工具.本文对几种基因编辑技术的原理和应用进行简要介绍和展望.     

基因编辑技术在绒山羊育种中的应用

近年来,随着基因编辑技术发展的日趋完善,其在猪、牛、羊等家畜育种上的应用日益增多.为全面了解基因编辑技术在绒山羊育种中的研究进展,总结了锌指核酸酶(ZFNs)、转录激活类效应因子(TALENs)和成簇规律间隔短回文重复序列核酸酶(CRISPR/Cas9)三种基因编辑技术的原理和方法,阐述了其在转基因绒山羊研究中的发展现状和应用前景.     

CRISPR/Cas9基因转录激活技术的建立及其应用

建立基于CRISPR/Cas9的基因转录激活技术,实现在HEK293细胞中激活cGAS基因的转录。首先利用慢病毒载体构建稳定表达Cas9的HEK293细胞;并采用Real-time PCR和western blot方法鉴定Cas9蛋白质表达效果。再选取不同靶序列,分别构建用于激活cGAS基因转录的sgRNA载体,将构建好的序列载体与CRISPR体系工具质粒共转染至稳定表达Cas9的HEK293细胞中。采用Real-time PCR方法检测细胞中内源cGAS的转录激活效果。成功建立了基于CRISPR/Cas9的基因转录激活技术,并在c GAS基因阴性表达的细胞中激活基因的转录。     

一种新型的构建CRISPR/Cas9 KnockOut载体的方法

利用CRISPR/Cas9系统这一基于细菌核酸酶Cas9的新型基因编辑工具,可以在原核细胞和真核细胞中实现基因敲除的功能.首先使用CRISPR设计工具设计靶点,退火来制备sgRNA双链,用Bsm BⅠ酶切割gRNA质粒,构建Lenti CRISPRv2的重组质粒.通过U6启动子上的LKO1.5引物对每个菌落序列进行了测序验证,结果表明利用此新方法可以成功构建CRISPR/Cas9系统的Knock Out载体.     

实时观测基因编辑

<正>一项于2019年9月5日发表在Science上的研究为我们介绍了一种新技术——CRISPR活细胞荧光原位杂交(LiveFISH)技术。该技术实现了在活细胞中实时观测单个细胞的DNA和RNA片段,从而实时追踪基因组的编辑、转录、重排以及功能变化。研究人员将失去"剪刀"功能的蛋白质dCas9和带有荧光染料的向导RNA组合在一起,便可靶向标记活细胞中特定的基因组序列(右图),帮助检测     

CRISPR/Cas系统在谱系追踪中的应用

CRISPR/Cas系统是细菌和古生菌的自适应免疫系统,其对基因组高效精准的编辑,极大地推动了发育生物学、表观遗传学、药物开发、疾病治疗等多个学科和研究领域的发展.CRISPR/Cas9系统诱导基因组DNA产生双链断裂,以非同源末端连接(non-homologous end joining,NHEJ)的方式进行修复,因此会在剪切位置随机地引入短的插入和删除(insertions and deletions,indels).这些引入的indels作为区分细胞的标签,被称为条形码.细胞条形码技术已经被用于谱系追踪、基因组功能筛选等.而测序技术的飞速发展和成本的大幅度降低以及单细胞转录组测序技术的出现,可以在时间和空间层面同时对数百万个单细胞进行谱系追踪,记录细胞活动.本综述讨论了CRISPR/Cas系统的工作原理、细胞条形码技术和单细胞测序技术(scRNA-seq),以及两者结合产生的单细胞谱系追踪技术.     

靶向小鼠CREPT基因CRISPR/Cas9敲除质粒的构建

目的 利用规律间隔成簇短回文重复序列/相关蛋白9(CRISPR/Cas9)系统构建靶向小鼠CREPT基因的敲除质粒。方法 根据CRISPR/Cas9靶点设计原则靶向小鼠CREPT基因的sgRNAs,与体外转录载体pUC57-sgRNA连接，构建CREPT基因敲除质粒；体外切割实验验证设计的sgRNAs是否具有活性。结果 设计了3条sgRNAs并分别准确插入pUC57-sgRNA载体；体外切割实验结果显示，以上3条sgRNAs均能够介导Cas9蛋白对靶片断进行切割。结论 制备了小鼠CREPT基因敲除质粒和体外转录的sgRNAs,为构建CREPT基因敲除小鼠模型奠定了重要基础。     

原核CRISPR-Cas系统的结构功能及应用

CRISPR-Cas系统是新近在原核生物中发现的一种抵御外来DNA入侵的免疫机制,由一个成簇规则间隔的短回文重复序列(CRISPR)和附属的蛋白质(Cas)组成,广泛分布于真细菌和古菌中.CRISPR由重复序列及其间隔序列组成,间隔序列来自于过去的入侵DNA,并插入到细菌的CRISPR排列中.一旦出现新的入侵,CRISPR转录,其RNA经过加工后与Cas蛋白质组成一个核蛋白复合体,该复合体通过RNA与入侵DNA序列之间的互补配对,结合目标序列,最后Cas蛋白质将入侵DNA降解.此外,基于CRISPR系统中的Cas9蛋白,发展了一种新的基因组编辑技术,在不同的细胞中均能获得高效的基因定点打靶,展现出巨大的潜力.     

CRISPR/Cas9技术联合AAV对Rosa-mTmG小鼠的MEF细胞进行编辑

目前,基因编辑技术已被广泛用于生物医学研究,本研究利用AAV(Adeno-Associated Virus)递送CRISPR/Cas9系统,实现高效率的基因编辑,并对特定组织细胞中的基因编辑进行了初步探索.我们首先采用Rosa-mTmG转基因小鼠来研究CRISPR/Cas9在小鼠胚胎成纤维细胞(Mouse Embryonic Fibroblast,MEF)中的编辑效率;接着,我们构建了能够被AAV包装的SaCas9系统,并通过瞬转以及AAV介导递送的方式检测其基因编辑效率;最后,我们还构建了含有心肌特异启动子的cTNT-PX601-sgRNA以备后续研究.结果发现,与瞬转相比,AAV介导CMV-PX601-sgRNA在体外能够极大地提高细胞的基因编辑效率.另外,cTNT-PX601-sgRNA能够在心肌细胞中特异表达.我们的结果表明,利用AAV介导的CRISPR/Cas9系统在体外可以实现高效地基因编辑,为靶向修复基因缺陷疾病,特别是特定组织器官中的基因缺陷,提供了研究工具和实验依据.     

基于CRISPR/Cas9的毛果杨PtrHBI1基因功能解析

目的 利用CRISPR/Cas9系统创制毛果杨PtrHBI1功能缺失突变体,初步解析该转录因子在木材形成过程中的功能,为利用基因工程手段培育制浆造纸优良性状的林木新品种提供新思路。方法 以毛果杨(Populus trichocarpa)为研究材料,根据激光显微切割技术捕获的野生型毛果杨不同细胞类型(形成层、木质部和韧皮部)RNA-seq数据,筛选得到1个bHLH家族转录因子PtrHBI1,利用毛果杨木质部原生质体系统对该基因进行亚细胞定位分析,采用原位杂交技术分析PtrHBI1组织特异性表达,采用CRISPR/Cas9技术创制毛果杨ptrhbi1突变体。对ptrhbi1突变体进行生长表型分析,利用石蜡切片对茎段横切面的各细胞类型进行形态分析,利用Klason酸水解法检测突变体木质素含量,使用高效液相色谱测定突变体纤维素和半纤维素含量。结果 亚细胞定位显示PtrHBI1基因定位于细胞核,原位杂交结果表明PtrHBI1主要在形成层和木质部表达。通过CRISPR/Cas9创制的毛果杨ptrhbi1突变体株高显著增加,茎节数和地径在一定时期显著大于野生型。此外,突变体的导管孔径显著增大,纤维细胞数量显著减少。导管细胞的数量和形成层细胞层数与野生型无差异。木材组分分析表明,与野生型植株相比,ptrhbi1植株的纤维素含量增加,木质素总量无显著变化,紫丁香基木质素与愈创木基木质素之质量比(S/G)显著降低。结论 PtrHBI1参与调控毛果杨的生长及次生木质部发育,可能在木材形成过程起着较为重要的调控作用。     

靶向c-myc基因的CRISPR/Cas9腺病毒系统对肝癌的抑制作用

目的:设计、构建并包装靶向c-myc基因的CRISPR/Cas9腺病毒;评估靶向c-myc基因的CRISPR/Cas9腺病毒系统对肝癌的抑制作用.方法:采用生物信息学网站设计靶向c-myc基因的gRNA,以GFP作为对照设计GFP gRNA;通过T7E1筛选出编辑效率高的gRNA并将筛选的gRNA构建CRISPR/Cas9腺病毒载体并包装腺病毒,通过分析细胞增殖、周期和凋亡及迁移能力的变化来评估靶向c-myc基因的CRISPR/Cas9腺病毒系统对肝癌的抑制作用.结果:成功设计、构建并包装靶向c-myc基因的CRISPR/Cas9腺病毒;靶向c-myc基因的CRISPR/Cas9腺病毒系统能够显著抑制Hepa1-6细胞的增殖和迁移、阻滞细胞周期进程,但对细胞凋亡无影响.结论:靶向c-myc基因的CRISPR/Cas9腺病毒系统可在细胞水平明显抑制肝癌细胞的生长.     

gRNA二级结构对拟南芥HD2基因CRISPR/Cas9编辑率的影响

近年来,利用基因编辑工具编辑特定基因逐渐成为一种获得突变体的主要方法。CRISPR/Cas9编辑技术是目前最新和最高效的基因编辑技术。然而,这一技术在植物中的编辑率受到很多因素的影响,例如如何设计gRNA以及如何避免脱靶效应等。为了探究gRNA的二级结构对拟南芥基因编辑的影响,我们选择了拟南芥基因组中的组蛋白去乙酰化酶(HDACs)基因家族中一个植物特有的亚家族(HD2)为靶基因,通过设计这一亚家族中3个HD2基因不同的CRISPR/Cas9靶点,观察不同gRNA接头二级结构对CIRSPR/Cas9编辑率的影响。结果显示：不同gRNA接头二级结构对基因的编辑率会有一定的影响,当二级结构由一段单链RNA、5个茎环、2个突环和3个发夹环组成的时候,编辑率最高。该研究可为后续人们使用以tRNA为策略设计gRNA的CRISPR/Cas9工具时选择合适的靶点,为提高基因编辑率提供基础。     

ZFN,TALEN和CRISPR/Cas9在小鼠Rosa26基因定点整合外源基因的效率比较

哺乳动物黑色素的合成依赖于酪氨酸的氧化作用,而酪氨酸酶(Tyr)是催化酪氨酸氧化反应的关键酶,当外源Tyr基因整合进白毛色小鼠基因组中,会使它获得黑色素合成的能力,表现出与原来不同的毛色表型。为方便、快捷地获得Tyr基因整合的小鼠,构建了一个无启动子的pTyr-2A-DsRed同源重组质粒供体,选择Rosa26的第一个内含子作为外源基因整合的靶位点,设计了切割位点几乎一致的ZFN、TALEN和CRISPR/Cas9系统。通过流式对比分析C_2C_(12)细胞中红色荧光蛋白DsRed的表达水平,比较了3种基因组编辑工具介导的外源基因定点整合效率,结果发现CRISPR/Cas9的效率最高,在此基础上,利用CRISPR/Cas9将供体整合到小鼠胚胎干细胞中,筛选单细胞克隆进行囊胚腔注射和胚胎移植,获得一只存活的嵌合体小鼠,表现出白毛中夹杂黑毛的表型,表明整合到小鼠Rosa26的Tyr基因可以正常表达。     

合成生物学新技术在基因表达精确调控和提高脂肪酸合成效率方面的应用

基因表达是生物体最重要的生理活动之一,而对基因表达进行精确的人工调控则是控制生物体蛋白合成以及生理活动的重要手段.上海交通大学国际基因工程机器大赛(InternationalGenetically Engineered Machine Competition,iGEM)团队自2009年参赛以来,多次应用合成生物学方法成功创建了稀有密码子开关、细胞膜支架和光控CRISPR干扰(CRISPRi)系统3种新型基因调控元件.通过在目的基因的起始密码子后插入合适数量的稀有密码子,对基因表达进行精确调节,调控一个多酶体系在最适化学计量比上进行反应;细胞膜支架可将目标蛋白固定在细胞内膜上,缩短不同蛋白之间的空间距离,加速酶催化反应速率;光控CRISPRi系统则创新性地将生物感光系统与新兴的CRISPRi技术相结合,通过光信号在转录水平上精确调控生物体内源基因的表达.这3项新技术在大肠杆菌脂肪酸合成方面均得到了成功的应用,从而提高了脂肪酸的合成量和分泌效率.     

基于CRISPR/Cpf1系统下的诱导型多基因激活体系的建立

为开发高效率的内源多基因激活工具,利用CRISPR/Cpf1系统能够促使pre-crRNA中多个crRNA自我剪切和释放的特性,将As/Fn/LbCpf1的核酸酶区域定点突变形成dCpf1,并在C端和N端分别引入了VPR三元转录激活域和不稳定结构域(DD-domain)、四环素控制的操纵子,构建了TRE3G-DD-dCpf1-VPR激活系统。结果显示,Oct4基因的转录水平提升高达10~4倍,且Myod1、Oct4基因的转录水平分别在Dox和TMP单药的控制下,能够实现不同程度的转录水平的提升,在加双药的条件下Myod1、Oct4基因可分别提高80、120多倍。证明该系统能够通过靶向DNA快捷、高效的进行诱导内源性多基因激活。     

基于CRISPR/Cas9技术构建TRPV1基因敲除的CACO-2稳定细胞系

基于CRISPR/Cas9基因编辑技术敲除人结直肠腺癌细胞Caco-2中的辣椒素受体基因TRPV1,构建TRPV1基因敲除的Caco-2稳定细胞系.使用CRISPR/Cas9在线靶点设计程序在TRPV1基因4个转录本的公共CDS区的第一个外显子DNA区域中设计一对gRNA,将gRNA构建到真核重组表达质粒的载体上,电转染待敲除细胞,经嘌呤毒素抗性筛选和基因测序获得敲除TRPV1基因的稳定细胞系.用Western Blot检测TRPV1基因蛋白表达量验证Caco-2中TRPV1基因的敲除效果,CCK-8检测TRPV1基因敲除细胞的生长曲线,与野生型细胞对比检测TRPV1基因敲除对细胞生长的影响.筛选出TRPV1基因敲除的CACO-2稳定细胞系,而且TRPV1基因敲除对Caco-2细胞生长无显著影响.基于CRISPR/Cas9基因编辑技术成功构建了TRPV1基因敲除的CACO-2稳定细胞系,为后续研究辣椒素对肠道脂类吸收影响的机理研究提供了有利的工具.