牛樟的组织培养和植株再生

以牛樟侧枝茎段为外植体,建立了牛樟高效离体再生体系,研究取材季节、消毒方式、不同激素配比等因素对茎段再生的影响。结果表明:牛樟外植体采集最佳季节为春夏两季,此时采集的外植体其污染率与褐化率均较低,且出芽快、出芽率高。依次用1 000倍甲基托布津处理10 min、75%酒精消毒30 s和0.1% HgCl₂消毒8～10 min的消毒方式能明显降低牛樟外植体的污染率,且对外植体伤害较小。MS培养基为牛樟生长最适基本培养基,牛樟外植体诱导的最佳培养基为MS + 6-BA(1.0 mg/L)+ IBA(0.1 mg/L),芽诱导率高且芽体粗壮; 丛芽增殖的最佳培养基为MS + 6-BA(1.5 mg/L)+ IBA(0.1 mg/L),丛芽增殖率高且芽体健壮; 生根培养的最佳培养基为1/2MS + ABT(0.2 mg/L)+ IBA(0.05 mg/L)+ 活性炭(0.5 g/L),30 d后生根率可达100%且根系状态较好。     

瓜叶菊组织培养和植株再生的研究

瓜叶菊(Cincraria Cruenta Masson)叶培养在Ms添加NAA和BA的培养基上,诱导出愈伤组织开分化出小叶,降低NAA含量同时提高BA含量,愈伤组织中分化出绿色芽。将芽转移利1/2Ms加0—5mg/2NAA的生根培养基上,10天可诱导出根,45天后可移栽成活。 不同的NAA含量影响不定根的发生类型。微量的BA抑制根的形成。滤纸桥有利于愈伤组织、芽及根的生长。     

湿地松的组织培养及植株再生

在以湿地松实生无菌苗带子叶顶芽为外植体诱导丛生芽的过程中，激素的种类及浓度、处理时间等对丛生芽的诱导影响较大，表现为：单独使用6-BA即可诱导丛生芽分化，但NAA与6BA协同作用效果更佳；外植体在改良GD 5mg／L 6-BA 0．1mg／L NAA的培养基上培养4～5周，其丛生芽诱导率最高达95％。将丛生芽单个切下继代培养在改良GD 3．5mg／L 6-BA 0．05mg／L NAA的培养基上时增殖较快。改良GD培养基中添加0．05～0．1mg／L生长素(NAA)或0．5g／L活性炭(AC)能明显促进丛生芽伸长；培养基中的大量元素减半则不利于湿地松丛生芽的伸长生长。将伸长的丛生芽单个切下置于生根培养基中，4周后生根率达53．3％，移栽成活率达85％。     

球茎甘蓝花托花柄组织培养及其植株再生

球茎甘蓝花托、花柄在ＭＳ＋２,４－Ｄ０．５ｍｇ／Ｌ＋６－ＢＡ１ｍｇ／Ｌ培养基上培养,诱导形成愈伤组织．愈伤组织在ＭＳ＋ＮＡＡ０．５ｍｇ／Ｌ＋６－ＢＡ３ｍｇ／Ｌ的分化培养基上培养,能分化出芽．花托在附加６－ＢＡ和ＧＡ３的ＭＳ培养基上培养,能直接出芽．花柄在附加６－ＢＡ或６－ＢＡ和ＧＡ３的ＭＳ培养基上培养,能直接出芽．芽通过继代培养,能再生植株     

风信子的组织培养和植株再生

以风信子鳞茎为外植休外灭菌后切成小块接入到风信子愈伤组织诱导培养基MS1上得到了愈伤组织，这些愈伤组织在含6BA，KT的MS分化培养基（MS2）上分化得到了牙，并在同样的培养基上有少量的根分化出来，当牙移至生根培养基上时可生成大量健壮的根，从而得到完整植株，建立了风信子离体诱导再生植株的体系，使用的方法不需要进行低温处理，摆脱了因设备不足在组织培养生产中的限制，同时还对风信子的灭菌方法进行了研究，发现对风信子地下器官的表面灭菌主应以75％乙醇浸泡5min后再以15％新洁尔灭浸泡10min，剥叶用0．1％，升汞浸泡15min，无菌水清洗5次效果最好。     

多变小冠花的组织培养和植株再生

本试验利用未完全展开的多变小冠花(Coronilla varia L.)子叶诱导成愈伤组织,通过体细胞胚胎发生和器官发生两条途径获得了再生植株。愈伤组织在含6-BA 0.5mg/L,KT 0.5mg/L,2,4-D2.0mg/L,CH400mg/L和Gln 225mg/L的MS培养基上培养2—3周后,转移到含6-BA 1.5mg/L,NAA 0.7mg/L,CH 400mg/L,Gln225mg/L的MS培养基上培养4周,再转到6-BA 0.5mg/L,KT 0.5mg/L,椰乳20ml/L,CH 400mg/L和Gln 150mg/L的MS培养基上,5周内形成胚状体。在1/2MS培养基上,胚状体萌发长成植株。愈伤组织在附加6-BA 1.0mg/L,NAA 0.5mg/L,KT 0.5mg/L,CH 400mg/L和Gln 225mg/L的MS培养基上,形成绿色瘤状组织。后者在含6-BA0.7mg/L,NAA 0.2mg/L,椰乳20ml/L,CH 400mg/L和Gln150mg/L的MS培养基上,诱导产生丛状不定芽,不定芽在生根培养基上诱导成完整植株。     

河套蜜瓜子叶的组织培养和再生植株研究

切取在ＭＳ培养基中生长５ｄ的河套密瓜子叶,在ＭＳ＋ＮＡＡ１＋ＢＡ０．１的培养基中予培养３ｄ后转入芽诱导培养基（ＭＳ＋ＺＴ６）诱导生芽,待芽长２ｃｍ左右转入ＭＳ＋ＩＢＡ０．５诱导生根,１０ｄ后转向沙质土壤的营养缸中成苗,整个成苗过程约需６０￣７０ｄ,再生植株诱导率可达５５％,为该种植物的遗传遗传和优种快速繁殖提供了有利的条件。     

荞麦组织培养中的植株再生

用荞麦无菌苗的幼茎和幼叶作外植体分别接种在ＭＳ补加不同激素组合的培养基上培养获得再生植株。实验结果表明,适宜诱导愈伤组织的激素组合为２．４－Ｄ４．０ｍｇ／Ｌ＋ＫＴ０．２ｍｇ／Ｌ,适宜愈伤组织生长的激素组合为２．４－Ｄ１．０ｍｇ／Ｌ＋ＫＴ１．０ｍｇ／Ｌ。诱导芽的较适宜的组合为６－ＢＡ３．０ｍｇ／Ｌ＋ＩＡＡ０．１ｍｇ／Ｌ,不定芽接种到含ＭＳ＋ＩＢＡ２．０ｍｇ／Ｌ＋ＫＴ０．１ｍｇ／Ｌ的ＭＳ培养基上就能生     

植物组织培养的应用现状

本系统介绍了植物组织培养的基本概念以及植物组织培养在植物育种、脱毒和快速繁殖、有用产物（交生代谢产物）生产、种质资源保存和交换及其在遗传、生理、生化和病理研究上的应用现状。     

植物组织培养技术的应用

植物组织培养技术的应用范围很广,目前主要用在离体无性系快速繁殖与无毒化、植物育种、遗传物质的保存、植物次生代谢物的生产和植物基因转化等方面.     

组织培养技术在植物育种中的应用

总结了近些年来组织培养技术在植物育种上的应用，同时对这一技术的发展进行了展望．     

缬草叶片组织培养研究

对缬草叶片的组织培养进行了初步研究，以缬草叶片作外殖体，用84(含氯制剂)作消毒液，用KT和NAA作生长调节剂．研究结果表明：以10％的84消毒液对外殖体消毒15min效果最理想，MS KT5mg／L NAA0．05mg／L为诱导叶块愈伤组织的最佳培养基配方．缬草叶片生根时根的着生位置在紧靠叶脉处．     

大型组培苗生产实验装置的研究

阐述了一大型的组培苗生产实验装置及环境测控系统,该装置能对温度、空气湿度、光照强度、CO2浓度、空气流速和营养液pH值等环境因子通过一套计算机控制系统进行自动检测及控制或直接进行人工调控.     

驱蚊香草的组织培养及植株再生研究

驱蚊香草 (Pelargonium citrosum Vanleenii)引自澳大利亚 ,因其可以分泌一种具有驱蚊功效的成分香茅醛 ,被作为驱蚊植物在西方国家广为栽种。为加速这种植物在我国的推广应用 ,采用植物组织培养方法对其快速繁殖技术进行了研究。结果表明 :外植体启动培养基采用 MS+ 6-BA1.2 m g/ L+ NAA0 .1mg/ L,能取得较好的初分化效果 ,初分化率达 88% ;增殖培养基采用 MS+ 6-BA0 .8m g/ L + NA A0 .1m g/ L ,丛生芽增殖率达 8.5 8倍 ;用 MS+ 6-BA 0 .1mg/ L + NAA 0 .2 m g/ L培养基进行壮苗培养 ;生根培养基为 1/ 2 MS+ NAA 0 .1m g/ L ,生根率达 10 0 %。     

植物组织培养实验教学改革与实践

为适应创新型、复合型和应用型人才培养的需要,对植物组织培养实验教学进行了改革。通过完善实验教学大纲,增加基本技能培养的内容;改革实验课程体系,优化实验内容;紧密结合科学研究,培养学生创新能力,以及优化实验考核体系等途径和方法,取得了良好的教学效果,全面培养了学生的能力。     

脱水植物组织培养基的制备

脱水培养基可以在很大程度上简化植物组织培养基的配制工艺，但由于一般植物组培培养基成分之间可能相互反应、不同组分的含量相差很大导致难以混合均匀等因素的制约，脱水植物组织培养基的制备较困难。笔者提出并研究了喷雾浸润分配工艺和糖包盐造粒隔离工艺，成功地制备了可用于植物组织培养的脱水培养基。     

《植物组织培养》实验教学实践与体会

《植物组织培养》是现代生物技术的重要组成部分,实践操作性强,是园艺技术专业的选修课程之一。笔者根据多年从事植物组织培养教学的体会,结合植物组织培养科研工作,就《植物组织培养》实验课教学内容的安排、教学方法和教学手段的运用、实验课课堂指导、在学生操作过程中严格要求以灌输和树立无菌操作意识以及鼓励学生参与教师的科研工作方面进行探讨,旨在为提高学生的操作技能、培养学生更好地服务于社会作出努力。     

非洲紫罗兰的组织培养和植株再生

对非洲紫罗兰的组织培养研究表明,外植体消毒以0．1％的升汞溶液浸泡7～8min为宜;不同激素浓度对其芽丛的形成、分化及根的形成有不同的影响;生长素与细胞分裂素的比例决定着芽丛的形成;小苗在1／2MS培养基上生根最好,6-BA对其生根有抑制作用．各培养阶段的最适培养基分别为,芽诱导培养基MS 2mg／L 6-BA 0．2mg／L NAA,芽分化培养基MS 1mg／L 6-BA 0．1mg／L NAA,壮苗培养基MS 0．1 mg／L NAA,生根培养基1／2MS 0．2mg／L IBA。